Nurdan Sahin DEMİRBAĞ, Muhammed ASSİM, Hayrettin KENDİR

Yaygın mürdümlük (Lathyrus sativus L.)'te adventif sürgün rejenerasyonu

Yaygın mürdümük, yem verimi ve kalitesi açısından hayvancılığın ihtiyacı olan kaba ve kesif yem açığının kapatılmasında önemli yere sahip bir baklagil bitkisidir. Bu çalışmada, mürdümük ıslah çalışmalarının değişik aşamalarında bitki çoğantımında kullanılabilecek hızlı ve etkili bir sürgün rejenerasyon sistemi geliştirmek amaçlanmıştır. Baklagil yem bitkileri içerisinde önemli bir tarımsal potansiyele sahip yaygın mürdümük bitkisine ait kotiledon boğum eksplantları farklı oranlarda TDZ içeren Murashige ve Skoog (MS) besin ortamlarında kültüre alınmıştır. Purin olmayan sitokinin terkibi (bileşimi) olan TDZ, bitki türlerinin büyük bir çoğunluğunda diğer kullanılan geleneksel sitokininlerden daha güçlü bir etki göstermektedir. Bu çalışmada, en fazla sürgün, % 100 ile 0.2 mg/L TDZ içeren besin ortamında; en yüksek eksplant başına sürgün sayısı ise 11,83 adet ile 0,2 mg/L TDZ ve 300 mg/L Casein hdyrolsate ve 10,56 adet ile 0,2 mg/L TDZ içeren besin ortamlarından elde edilmiştir. başarılı adventif sürgün gelişimi oluşturduğu ve sürgün uzunluğu üzerine farklı TDZ dozları arasındaki farklılığın istatistiksel olarak önemli olmadığı belirlenmiştir. Köklenme oranı bakımından IBA‟da 5 ve 7.30 dk‟da bekletme sürelerinde arasında istatistiksel olarak önemli bir farklılık oluşmazken, her iki bekletme süresinde de % 60‟ın üzerinde köklenme oranına ulaşılmıştır. Sonuç olarak, bu çalışmada yaygın mürdümük bitkisinin kotiledon boğumlarından kısa sürede ve yüksek frekansta bir adventif sürgün rejenerasyon sistemi geliştirilmiştir

Adventitious shoot regeneration in Grasspea (Lathyrus sativus L.)

Grasspea is an important and high yielding forage species in providing quality roughage necessary for livestock. The study aimed to develop a rapid and reliable regeneration protocol for grass pea. The cotyledon node explants were excised from the in vitro grown seedlings fo grasspea and cultuıred on MS medium containing different concentrations of TDZ. TDZ has structure that does not contain purine and is therefore more effective compared to number of other cytokinines. The study reports maximum shoot regeneration frequency of 100% on MS medium containing 0.2 mg/l TDZ. Maximum number of 11.83 and 10.56 shoots per explant were recorded on MS medium containing ile 0,2 mg/L TDZ ve 300 mg/L Casein hdyrolsate and 0.2 mg/l TDZ respectively. No statisitical difference was recorded among all regeneration medium for shoot length. Sixty percent rooting was achieved by pulse treating regenerated shoots with 100mg/l IBA for 5 and 7.5 minutes. In conclusion, a successful regeneration protocol was developed in grass pea using cotyledon node explant in a very short time period.

PDF

___

Allkin, R., T.D. Macfarlane, R.J. White, T.A. Bisby and M.E. Adey. 1983. Names and Synonyms of Species and Subspecies in The Vicieae Issue 2. Vicieae Database Project, Publication No. 2, Southampton.
Artunduaga, I. R., C. M. Taliaferro and B. B. Johnson. 2007. Induction and growth of callus from immature inflorescences of “Zebra” bermudagrass as affected by casein hydrolysate and 2,4-D concentration. Plant Cellular and Developmental Biology. 753-756.
Barik D.P., S.K. Naik, U. Mohapatra and P.K. Chand. 2004. High frequency plant regeneration by in vitro shoot proliferation in cotyledonary node explants of grasspea (Lathyrus sativus L.). In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant 40:467-470.
Başaran, U., Z. Acar, O. Onal Aşçı, O.H. Mut and Ġ. Ayan. 2007. Agricultural importances, using possibilities and toxic substances of Lathyrus species. J. of Fac. of Agric., OMU, 22:139-148.
Beattie, L.D. and R.G. Garrett. 1995. Adventitious shoot production from immature embryos of white clover. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 42: 67-72.
Böhmer, P., B. Meyer and H.J. Jacobsen. 1995. Thidiazuron–ınduced high frequency of shoot induction and plant regeneration in protoplast derived pea callus. Plant Cell Rep. 15: 26-29.
Davis, P.H. 1970. Flora Of Turkey and East Aegean Islands. Vol. 3, 328-369, Edinburgh,
Duke, J.A. 1981. Handbook of Legumes of World Economic Importance. Plenum Press, New York, pp. 199–265.
Fratini, R. and M.L. Ruiz. 2002. Comparative study of different cytokinins in the induction of morphogenesis in lentil (Lens culinaris Medik.). In vitro cellular and Developmental Biol Plant 38: 46-51.
Gatel, F. 1994. Protein quality of legume seeds for nonruminant animals: a literature review. Anim. Feed Sci. Technol. 45:317–348.
Hasokawa, K., M. Nokano, Y. Oikawa and S. Yamamura. 1996. Adventitious shoot regeneration from leaf, stem and root explant of commercial cultivars of Gentiana. Plant Cell Rep. 15: 578-581.
Huetteman, C. A and J.E. Preece. 1993. Thidiazuron: a potent cytokinin for woody plant tissue culture. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 33:105–119.
Jackson, M.T and A.G. Yunus. 1984. Variation in the grass pea (Lathyrus sativus L) and wild Species. Euphytica 33: 549-559.
Kaneda Y., Y. Tabei, S. Nishimura, K. Harada, T. Akihama and K. Kitamura. 1997. Combination of thidiazuron and basal media with low salt concentrations increases the frequency of shoot organogenesis in soybeans [Glycine max (L.) Merr.] Plant Cell Reports. Volume 17 (1).
Kendir, H. 1999. Adi mürdümük (Lathyrus sativus L.) hatlarında tohum verimi ve verim komponentleri. Ankara Üniv. Zir. Fak. Tarım Bilimleri Dergisi 5 (3) 73-81.
Khalafalla, M.M. and K. Hattori. 1999. A combination of thidiazuron and benzyladenine promotes multiple shoot production from cotyledonary node explants of faba bean (Vicia faba L.). Plant Growth Regulation 27 (3).
Khawar, K.M., C. Sancak, S. Uranbey and S Özcan. 2004. Effect of thidiazuron on shoot regeneration from different explants of lentil (Lens culinaris Medik.) via Organogenesis. Turk J. Bot. 28: 421-426.
Malik, K.A. and P.K. Saxena. 1992a. Thidiazuron induces high frequency of shoot regeneration in intact seedlings of pea (Pisum sativum) chickpea (Cicer arietinum) and lentil (Lens culinaris Medik). Aust J Plant Physiol. 19: 731-740.
Malik, K.A. and P.K. Saxena. 1992b. In vitro regeneration of plants: a novel approach. Naturwissenschaften 79: 136-137.
Murashige, T. and F. Skoog. 1962. Revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant.15: 473- 497.
Polisetty, R., V. Paul, J.J. Deveshwar, S. Khetarpal, K. Suresh, and R. Chandra. 1997. Multiple shoot induction by benzyladenine and complete plant regeneration from seed explants of chick pea (Cicer arietinum L.).Plant Cell Rep. 16: 565-571.
Preece, J. E. And M.R. Imel. 1991. Plant regeneration from leaf explants of Rhododendron PJM hybrids. Sci. Hort. 48:159–170.
Sachdev, A., M. Sharma, R.P. Johari and S.L. Mehta. 1995. Characterization and cloning of ODAP degrading gene from a soil microbe. J. Plant Biochem. Biotechnol. 4:33–36.
Singh, N. D., L. Sahoo, L. S. Sonia and P.K. Jaiwal. 2002. In vitro shoot organogenesis and plant regeneration from cotyledonary node and leaf explants of pigeon pea (Cajanus cajan L. Mill sp). Physiol. Mol. Biol. Plant 8:133–140.
Snedecor, G. W. and W. G. Cochran. 1967. Statistical Methods, The Iowa State University Press, Iowa, USA.
Thomas, J. C. and F. R. Katterman. 1986. Cytokinin activity indused by thidiazuron. Plant Physiol 81: 681-683.
Tutin. T. G. 1981. Flora of Europea. Vol. 2, Cambridge Univ. Pres, 136-145.
Urga, K., A. Fite, and B. Kebede. 1995. Nutritional and antinutritional factors of grasspea (Lathyrus sativus) germplasms. Bull. Chem. Soc. Ethiopia 9:9-16