Sığırlarda oosit eldesi ve farklı kalitedeki oositlerin maturasyon oranlarının karşılaştırılması

Amaç: Sunulan çalışmanın amacı; in vitro embriyo üretimi amacıyla mezbahadan temin edilen sığır ovaryumlarından elde edilen oosit sayı ve kalitesinin belirlenmesi ve farklı kalitedeki oositlerin maturasyon oranı arasındaki ilişkinin değerlendirilmesidir. Gereç ve Yöntem: Bu amaçla 370 ovaryum 100.000 IU penicilinstreptomisin içeren %0,9 izotonik sodyum klorür içerisinde 2-4 saatte laboratuvara getirildi. Ovaryumların 40 tanesi kistve adezyon sebebiyle çalışmada kullanılmadı. Geriye kalan 330 ovaryumdan aspirasyon yöntemiyle 1894 adet oosit elde edildi. Elde edilen oositlerin kalitesi sitoplazma yoğunluğu ve oosit çevresindeki kumulus hücrelerinin dağılımına göre A, B, C ve D kalite olarak değerlendirildi. Bunların A ve B kalite olan 1384 adeti ticari bir maturasyon medyumu ile (BO-IVM, Bioscience, UK) 38,8°C’de %5,5 CO2’li ortamda atmosferik O2 ile 24 saat maturasyona bırakıldı. Bulgular: Aspirasyon yöntemiyle 800 adet A, 584 adet B, 450 adet C ve 60 adet D kalite olmak üzere toplam 1894 adet oosit elde edildi. Ovaryum başına ise 2,42 adet A, 1,76 adet B, 1,36 adet C ve 0,18 adet D kalite oosit düştüğü tespit edildi. Maturasyon için sadece A ve B kalitede olan oositler kullanıldı. Bunların maturasyon oranları değerlendirildiğinde A kalite oositlerde %90,3 ve B kalite oositlerde ise %83,3 olarak belirlendi(p˂0,01). Çalışmanın toplam maturasyon oranı ise %87,4 olarak tespit edildi. Öneri: Sonuç olarak maturasyon oranlarının oosit kalitesine göre değiştiği ve kalitenin düşmesi ile maturasyon oranlarının azaldığı tespit edilmiştir. Bu nedenle maturasyon öncesi oosit kalitesinin değerlendirilmesinin gerekli olduğu kanısına varılmıştır.

Oocyte recovery and comparison of maturation rates of different quality oocytes in cattle

Aim: The aim of the presented study; oocyte number and quality obtained from bovine ovaries procured from abattoir and evaluation of the relationship between different quality oocyte maturation rate for in vitro embryo production. Materials and Methods: For this purpose, 370 ovaries were transported with 0.9% isotonic sodium chloride containing 100,000 IU penicilin-streptomycin and brought to the laboratory within 2-4 hours. 40 of the ovaries were not used in the study due to their cyst and adhesion nature. 1894 oocytes were obtained from the remaining 330 ovaries by aspiration method. The quality of the obtained oocytes was evaluated as A, B, C and D quality according to the cytoplasm density and the distribution of the cumulus cells around the oocyte. 1384 of them, A and B quality, were left to maturation with a commercial maturation medium (BO-IVM,Bioscience, UK)at 38.8 °C with atmospheric O2 at s5.5% CO2 for 24 hours. Results: With the aspiration method, including 800 A, 584 B, 450 C and 60 D quality a total of 1894 oocytes were obtained. In addition, it was determined that the number of 2.42 A, 1.76 B, 1.36 C and 0.18 D per ovary was reduced. Only A and B quality oocytes were used for maturation. The maturation rate was determined as 90.3% in A quality oocytes and 83.3% in B quality oocytes (p˂0.01). The total maturation rate of the study was determined as 87.4%. Conclusion: As a result, it was determined that maturation rates change according to oocyte quality and maturation rates reduce with the decrease in quality. Therefore, it was concluded that it is necessary to evaluate the oocyte quality before maturation.

PDF

___

Ahmed JA, Dutta D, Nashiruddullah N, 2015. Recovery of different cumulus oocyte complex (COC) grades from bovine ovaries by aspiration method. J Ani Res, 5(3), 631.
Akyol N, Kızıl SH, Karaşahin T, 2007. İn vitro sığır embriyosu üretim ve transferi. Lalahan Hay Araş Enst Derg, 47(1), 1-8.
Alexander V, 2012. Oocytes and their Maturation. Genetics & Reproduction, Animal Production Research Centre School of Biosciences, University of Nottingham, Sutton Bonington Campus, Loughborough, LE12 5RD, UK, p. 115-40.
Carolan C, Monaghan P, Gallagher M, Gordon I, 1994. Effect of recovery method on yield of bovine oocytes per ovary and their developmental competence after maturation, fertilization and culture in vitro. Theriogenology, 41(5), 1061-8.
Cetica PD, Dalvit GC, Beconi MT,1999. Study of evaluation criteria used for in vitro bovine oocyte selection and maturation. Biocell, official journal of the Sociedades Latinoamericanas de Microscopia Electronica, 23(2), 125-33.
Eppig JI, Vivelros MM, Martin-Bivens C, De La Fuente R, 2004.
Oocyte maturation and ovulation. In: The Ovary. 2nd ed. Leung PCK and Adash EY eds. Elsevier-Academic Press, Amsterdam, p. 113-29.
Faheem MS, Carvalhais I, Chaveiro A, Da Silva FM, 2011. In vitro oocyte fertilization and subsequent embryonic development after cryopreservation of bovine ovarian tissue, using an effective approach for oocyte collection. Ani Reprod Sci, 125(1-4), 49-55.
Feng WG, Sui HS, Han ZB, Chang ZL, et al., 2007. Effects of follicular atresia and size on the developmental competence of bovine oocytes: a study using the well-in-drop culture system. Theriogenology, 67,1339-50.
Gordon I, 1994. Laboratory production of cattle embryos. CAB International Ltd. Co., Philedelphia USA.
Gordon I, 2003. Laboratory production of cattle embryos. Biotechnology in Agriculture Series. Ed; Gordon I, Ireland, Cab International, p.79-157.
Gordon I, 2004. In vitro embryo production. In: Reproductive Technologies In Farm Animals. Ed; Gordon I, 2nd ed. Ireland, Cab International, p.108-38
Güler Ş, 2018. The achievements of in vitro maturation after thawing to the cryopreserved bovine oocytes by different vitrification methods. Yüksek Lisans Tezi. Makü Sağlık Bilimleri Enstitüsü, Burdur.
Hashimoto S, Minami N, Yamada M, Imai H, 2000. Excessive concentration of glucose during in vitro maturation impairs the developmental competence of bovine oocytes after in vitro fertilization: relevance to intracellular reactive oxygen species and glutathione contents. Mol Reprod Develop, Incorporating Gamete Research, 56(4), 520-6.
Hazeleger NL, Stubbings RB, 1992. Developmental potential of selected bovine oocyte cumulus complexes. Theriogenology, 37,219.
Hutt KJ, Albertini DF, 2007. An oocentric view of folliculogenesis and embryogenesis. Reprod Biomed Online, 14,758- 64. Karaşahin T, Arıkan Ş, 2015. The effect of oleic and linoleic acids on in vitro bovine embryonic development and embryo quality. Turkish J Vet Ani Sci, 39, 2,154-9.
Kaymaz M, 2012. Yardımcı Üreme Teknikleri. Ed: Semecan A, Kaymaz M, Fındık M, Rişvanlı A, Köker A. Çiftlik Hayvanlarında Doğum ve Jinekoloji. Medipres Matbaacılık Ltd. Şti., Malatya, p.589-10.
Korkmaz Ö, Küplülü Ş, Ağca Y, Polat IM, 2013. Effect of oocyte quality and activation protocols on bovine embryo development following intracytoplasmic sperm injection. Turkish J Vet Ani Sci, 37(1), 26-30.
Küplülü Ş, Ün M, 2001. Sığırlarda follikül büyüklüğünün oositlerin in vitro maturasyonu üzerine etkisi. Ankara Üniv Vet Fak Derg, 48(3), 201-5.
Mermillod P, Dalbiès-Tran R, Uzbekova S, Thélie A, et al., 2008. Factors affecting oocyte quality: who is driving the follicle? Reprod Domest Anim, 43 (2), 393-00.
Pandey A, Gupta N, Gupta SC, 2009. Improvement of in vitro oocyte maturation with lectin supplementation and expression analysis ofCx43, GDF-9, FGF-4 and Fibronectin mRNA transcripts in Buffalo (Bubalus bubalis). J Assist Reprod Genetics, 26, 365-71.
Polat B, 2005. Epidermal büyüme faktörünün sığır oositlerinin in vitro maturasyonuna ve fertilisazyonuna etkisi. Doktora Tezi, Ankara Üniversitesi Sağlık Bilimleri Enstitüsü, Ankara.
Satılmış F, 2019. Farklı Antioksidanların (Pentoksifilin ve Borik Asit) İn Vitro Sığır Embriyo Kültür Medyumlarına İlavesinin Embriyo Gelişimi ve Kalitesi Üzerine Etkileri. Doktora Tezi, Selçuk Üniversitesi Sağlık Bilimleri Enstitüsü, Konya.
Shioya Y, 1993. Calf production by in vitro fertilization of follicular oocytes matured in vitro. JARQ 26 (4), 287-293.
Sirard MA, 2016. Somatic environment and germinal differentiation in antral follicle: the effect of FSH withdrawal and basal LH on oocyte competence acquisition in cattle. Theriogenology, 86(1), 54-61.
Topuzoğlu DB, 2011. Farklı büyüklüklerdeki sığır oositlerinin maturasyonu üzerine insülin benzeri büyüme faktörü1’in (IGF-1) etkisi. Vet Hek Der Derg, 82(1), 15-21.
Wrenzycki C, 2018. In Vitro Production of (Farm) Animal Embryos. In Animal Biotechnology 1, Cham, Springer, p. 269-304.
Zarcula SM, Cernescu H, Godja G, Igna V, 2012. Effects of recovering bovine oocyte methods on quantity and quality of cumulus-oocyte complexes. Adv Res Sci Area- Virtual Conf, 1, 2171-4.
Zhang LI, Jiang S, Wozniak PJ, Yang X, et al, 1995. Cumulus cell function during bovine oocyte maturation, fertilization, and embryo development in vitro. Mol Reprod Develop, 40(3), 338-44.
Zhao SJ, Pang YW, Zhao XM, Du WH, et al., 2017. Effects of lipopolysaccharide on maturation of bovine oocyte in vitro and its possible mechanisms. Oncotarget, 8(3), 4656.