ASMADA (Vitis vinifera L.) EKSPLANT YÜZEY STERİLİZASYON PROTOKOLÜNÜN OLUŞTURULMASI

Bu çalışmada üzüm çeşitlerinin (Vitis vinifera L.) in vitro hücre ve doku kültürü mikroçoğaltım çalışmalarıiçin etkili yüzey sterilizasyon protokolünün oluşturulması amaçlanmıştır. Çalışmada Sultani Çekirdeksizve Uslu üzüm çeşitleri kullanılmıştır. Yüzey sterilizasyon denemelerinde sodyum hipoklorit (NaOCl) ve%100 doğal su bazlı ve %0.015 aktif klor içeren ticari sıvı yüzey dezenfektanı Actijenin (Natural ProtectionSystem, NPS Biyosidal) farklı konsantrasyonlarının; farklı süre ve uygulama şekilleri ile in vivo koşullardanalınan yaprak ve sürgün ucu eksplantları üzerindeki etkisi incelenmiştir. Eksplant materyalleri, sürgünrejenerasyon çalışmaları için 1 mgl⁻¹ 6–benzylaminopurine (BAP) içeren Murashige ve Skoog (MS) besinortamına aktarıldıktan sonra kontaminasyon ve canlılık yüzdesi olarak iki parametrede değerlendirilmiştir.Yapılan sürgün rejenerasyonu sonunda sürgün ucu eksplantında en yüksek canlılık yüzdesini (%90–92.31)veren sterilizasyon uygulamasının %5’lik Actijen ile 5 dk muamele edilmesi olduğu tespit edilmiştir.

ESTABLISHMENT OF EXPLANT SURFACE STERILIZATION PROTOCOL IN GRAPES (Vitis vinifera L.)

The aim of this study was established an effective explant surface sterilization protocol for micro propagation of in vitro cell and tissue culture of grape varieties (Vitis vinifera L.). Sultana and Uslu grape varieties were used in this study. In surface sterilization experiments, effect of different time and methods with different concentrations of sodium hypochlorite and commercial liquid floor and surface disinfectant Actijen (Natural Protection System, NPS Biyosidal) containing 100% natural water based and 0.015% active chlorine were evaluated on leaf and shoot tips explants derived from in vivo. After explants transferred on shoot regeneration medium containing 1 mg l⁻¹ 6–benzylaminopurine (BAP), were evaluted two parameters as percentage of contamination and viability. At the end of the shoot regeneration, the highest percentage of viability (90–92.31%) was obtained with treatment of 5% Actijen for 5 min in shoot tips explant.

___

  • Abido, A.I.A., M.A.M. Aly, S.A. Hassanen and G. A. Rayan, 2013. In vitro Propagation of Grapevine (Vitis vinifera L.) ‘Muscat of Alexandria’ cv. For Conservation of Endangerment. Middle East J Sci Res, 13:328–370.
  • Akbaş, F.D, Ç. Işıkalan, Y. Kara and D. Başaran, 2004. The Comparison on the Proliferation of Lateral Buds of Vitis vinifera L. cv. Perle de Csaba during Different Periods of the Year in in vitro Conditions. International Journal of Agriculture & Biology, 6(2):328–330.
  • Alizadeh, M. and S.K. Singh, 2009. Molecular Assessment of Clonal Fidelity in Micropropagated Grape (Vitis spp.) Rootstock Genotypes Using RAPD and ISSR Markers. Iranian Journal of Biotechnology, 7(1):37–44.
  • Babalık, Z ve N. Göktürk Baydar, 2008. Asmada (Vitis vinifera L.) Gövde ve Yaprak Sapı Eksplantlarından Adventif Sürgün Oluşumu Üzerine Bir Araştırma. Mediterranean Agricultural Sciences, 21(2):231–240.
  • Badoni, A. and J.S. Chauhan, 2010. In vitro Sterilization Protocol for Micropropagation of Solanum tuberosum cv. ‘Kufri Himalini’. Academia Arena, 2(4):24–27.
  • El–Agamy, S.Z., El–Mahdy, T.K. and Mohamed, A.A. 2009. In vitro Propagation of Some Grape Rootstocks. Acta Hort., 839:125–132.
  • Jaskani, M.J., Abbas H., Sultana R., Khan, M.M., Qasim M. and Khan, I.A. 2008. Effect of Growth Hormones on Micropropagation of Vitis vinifera L. cv. Perlette. Pakistan J. Bot., 40:105–109.
  • Krizan, B., Ondrusikova, E., Moudra, J. and M. Pidra, 2012. Effect of Genotype on Organogenesis in Six Grape Rootstocks. Acta Hort. 961:225–230.
  • Laslo, V., Zapartan, M. and S. Vicas, 2010. In vitro Respons of Several Cultivars of Vitis vinifera L. on Media with Balanced Phytohormone Ratio. Research Journal of Agricultural Science, 42(2):269–274.
  • Lazo–Jevelera, M.F., Troncoso‑Rojas, R., Tiznado‑Hernandez, M.E., Martinez‑Tellez, M.A., Vargas‑Arispuro, I., Islas‑Osuna, M.A. and M. Rivera‑Dominguez, 2016. Surface Disinfection Procedure and in vitro Regeneration of Grapevine (Vitis vinifera L.) Axillary Buds. Springer Plus, 5:453.
  • Mhatre, M., Salunkhe, C.K.and P.S. Rao, 2000. Micropropagation of Vitis vinifera L.: Towards an Improved Protocol. Sci. Hort., 84:357–363.
  • Mukherjee, P., Husain, N., Misra, S.C. and V.S. Rao, 2010. In vitro Propagation of a Grape Rootstock, deGrasset (Vitis champinii Planch.): Effects of Medium Compositions and Plant Growth Regulators. Scientia Horticulturae, 126:13– 19.
  • Murashige, T. and F. Skoog, 1962. A Revised Medium for Rapid Growth and Bioassay with Tobacco Tissue Cultures. Physiol Plant, 15(3):473–497.
  • Notsuka, K., Tsuru, T. and M. Shiraishi, 2000. Induced Polyploid Grapes via ‘in vitro’ Chromosome Doubling. J. Japan. Soc. Hort. Sci. 69(5): 543–551.
  • Omamor, I.B., Asemota, A.O., Eke, C.R. and E.I. Ezia, 2007. Fungal Contaminants of the Oil Palm Tissue Culture in Nigerian Institute for Oil Palm Research (NIFOR). Afr. J. Agric. Res., 2(10):534–537.
  • Oyebanji, O.B., Nweke, O., Odebunmi, O., Galadima, N.B., Idris, M.S., Nnodi, U.N., Afolabi, A.S. and G.H. Ogbadu, 2009. Simple, Effective and Economical Explant– Surface Sterilization Protocol for Cowpea, Rice and Sorghum Seeds. African Journal of Biotechnology, 8(20):5395–5399.
  • Roubelakis–Angelakisl, K.A. and S.B. Zivanovitc, 1991. A New Culture Medium for in vitro Rhizogenesis of Grapevine (Vitis spp.) Genotypes. Hortscience, 26(12):1551–1553.
  • Singh, S.K., Khawale, R.N. and S.P. Singh, 2004. Techniques for Rapid in vitro Multiplication of Vitis vinifera L. Cultivars. J. Hort. Sci. Biotech., 19:267–272.
  • Tassoni, A., Fornalè, S., Franceschetti, M., Musiani, F., Michael, A.J., Perry, B. and N. Bagni, 2005. Jasmonates and Naorthovanadate Promote Resveratrol Production in Vitis vinifera cv. Barbera Cell Cultures. New Phytologist, 166(3):895– 905.
  • Zhang, J.L., Xu, R., Cao, Z.Y., Wang, S.M. and J. Z. Ren, 2006. Factors Affecting in vitro Propagation of a Chinese Wild Grape (Vitis piasezkii var. pagnucii): Shoot Production and Rhizogenesis. New Zealand Journal of Crop and Horticultural Science, 34(3):217–223.
Bahçe-Cover
  • ISSN: 1300-8943
  • Yayın Aralığı: Yılda 2 Sayı
  • Başlangıç: 1968
  • Yayıncı: Atatürk Bahçe Kültürleri Merkez Araştırma Enstitüsü
Sayıdaki Diğer Makaleler

TÜRKİYE’DE ŞARAPLIK ÜZÜM ÜRETEN İŞLETMELERİN YAPISI, SORUNLARI VE ÇÖZÜM ÖNERİLERİ

Adem YAĞCI, Gamze SANER, Fadime ATEŞ, Tali MONİS, Selçuk KARABAT, Hülya UYSAL, Mehmet Ali KİRACI

BAZI AMERİKAN ASMA ANAÇLARINDA FARKLI KİREÇ KONSANTRASYONLARINDA PGPR UYGULAMALARININ ETKİLERİ

Emine Sema ÇETİN, Selda DALER, Burçin BAYOĞLU

HOROZKARASI ÜZÜM ÇEŞİDİNDE KLON SELEKSİYONU (I. AŞAMA)

Adem YAĞCI, Halit Seyfettin ATLI, Kamil SARPKAYA, Kürşat Alp ASLAN

SİİRT İLİ BAĞCILIK POTANSİYELİ

Dilek Değirmenci KARATAŞ, Ayhan ASLAN, Hüseyin KARATAŞ

BİTKİ BÜYÜMESİNİ TEŞVİK EDEN MİKROORGANİZMALARIN 41B ASMA ANACI ÇELİKLERİNDE KÖKLENME VE SÜRGÜN GELİŞMESİNE ETKİLERİ

Osman DOĞAN, Kevser YAZAR, Ayşe ÖZER, Zeki KARA, Semiha ÇINAR, Ali SABIR

ALPHONSE LAVALLÉE ÜZÜM ÇEŞİDİNDE BAZI YAZ BUDAMALARI VE HÜMİK MADDE UYGULAMALARININ VERİM VE KALİTE ÜZERİNE ETKİLERİ

Aydın AKIN

MICHELE PALIERI ÜZÜM ÇEŞİDİNDE KISMİ KÖK BÖLGESİ KURULUĞU (KKBKS) VE KISITLI SULAMA STRATEJİLERİNİN (KS) TANE RENGİ ÜZERİNE ETKİSİNİN BELİRLENMESİ

Mehmet GÜLCÜ, Zafer COŞKUN, Serkan CANDAR

TÜPLÜ ASMA FİDANI İLE YAPILAN BAĞ TESİSLERİNDE DİKİM HATALARININ FİDANLARDA TUTMA ORANI VE SÜRGÜN GELİŞİMİ ÜZERİNE ETKİLERİ

Adem YAĞCI, Ü. Merve TATLISOY

ASMA FİDANI ÜRETİMİNDE ÖN BEKLETME VE ALTTAN ISITMA UYGULAMALARININ RANDIMAN VE KALİTE ÜZERİNE ETKİLERİ

Adem YAĞCI, Muhsin BALCI

YENİ ISLAH EDİLEN BOZBEY ÜZÜM ÇEŞİDİNİN SOĞUKTA DEPOLAMAYA UYGUNLUĞUNUN BELİRLENMESİ

Ali İzzet TORÇUK, Erdinç BAL