Yüksek Bitki Türlerindeki Sinamil alkol dehidrogenaz (CAD) Proteinlerinin Biyoinformatiksel Analizi

Sinamil alkol dehidrogenaz (CAD) (EC 1.1.1.195) lignin ve lignin üretimindeki öncül çeşitli fenil propenil aldehit türevlerinin indirgenmesinde görev alan bir enzimdir. Türlere özgü olan CAD genleri, son yıllarda önemli derecede tanımlanmıştır. Bu çalışmada CAD genlerinin (enzim veya proteinlerinin) bioinformatik araçlar kullanılarak karakterize edilip, sınıflandırılması amaçlanmıştır. 16 farklı bitki türünden elde edilen CAD nükleotit ve amino asit dizileri fizyolojik özellikler, filogenetik ve korunmuş motif bölgelerinin karşılaştırılması için kullanılmıştır. Bu amaçla CAD proteinlerinin sekans, filojenik ve yapısal analizleri çeşitli sunucular yardımıyla yapılmıştır. Bütün incelenen CAD dizilerinin alkol dehidrogenaz (PF08240) ve çinko bağlayıcı dehidrogenaz domainlerine sahip oldukları gözlenmiştir (PF00107). Fizyokimyasal analiz sonuçlarına göre, CAD’lerin önemli bir kısmının (%81,25’i) asidik karakterde olduğu gözlenmiştir. Bu proteinlerin amino asit uzunlukları (aa) ve moleküler ağırlıklarının (kDa) 356 -367 ve 38,6-40,5 arasında sırasıyla değişmekte olduğu belirlenmiştir. Dizi benzerlikleri en yüksek Sorghum bicolorile Zea mays (%95,3), Panicum virgatum ile Sorghum bicolor (%90,9) ve Oryza sativa ile Zea mays (% 87,1) arasında bulunmuştur. İncelenen CAD genlerinin intron ve ekzon yapıları birbirlerinden farklılık göstermiş olduğu ve ekzon sayılarının iki ve altı arasında değiştiği belirlenmiştir. Çalışmadaki tek çenekli türler olan S. bicolor, P. virgatum, Z. mays, ve O. sativa’nın dört ekzona sahip olduğu; Brachypodium distachyon’un ise sadece iki ekzona sahip olduğu gözlenmiştir. Filogenetik analiz neticesinde CAD proteinlerinin sadece iki ana gruba ayrıldığı saptanmış; en yüksek bootstrap değerleri sırasıyla şu şekilde bulunmuştur: Fragaria vesca-Prunus persica grubu (%100), Glycine max-Medicago truncatula (%81), and S. bicolor-Z. mays (%72). İncelenen CAD’lerin 3 boyutlu analizlerine göre, Oryza ve Vitis CAD’leri, araştırmadaki diğer bitki CAD’lerinden en fazla ayrılma göstermiştir. Son olarak bu çalışmadaki veriler, farklı bitkilerdeki CAD genleri veya proteinlerinin tanımlanması ve değerlendirmesini amaçlayan yeni çalışmalara katkı sağlayacaktır.

Bioinformatical Analyses of cinnamyl alcohol dehydrogenase (CAD) proteins from higher plant species

Cinnamyl alcohol dehydrogenase (CAD) (EC 1.1.1.195) is an enzyme functioning in the reduction of variousphenylpropenyl aldehyde derivatives which are precursors in lignin and lignan production. Species-specific CADgenes have been extensively identified in recent years. In this study, we used bioinformatics tools to characterizeand classify plant CADs. The amino acid and nucleotide sequences of 16 CADs from different plant species wereused to compare their physiological properties, phylogeny, and conserved motifs. For this purpose, sequence,phylogenetical, structural analyses of proteins were conducted using various servers. All plant CADs had thecharacteristic alcohol dehydrogenase (PF08240) and zinc-binding dehydrogenase domains (PF00107). Accordingto the physicochemical analysis, it was revealed that the most of plant CADs (81.25%) were in acidic character.Sequence length (aa) and molecular weight (kDa) of CAD proteins were found in range of 356 -367 and 38.6-40.5respectively. The highest sequence similarities were found between Sorghum bicolor and Zea mays (95.3%),Panicum virgatum and Sorghum bicolor (90.9%), and Oryza sativa and Zea mays (87.1%) respectively. PlantCADs showed divergent exon-intron structures in which exon numbers were ranged from two to six. Four monocotspecies (S. bicolor, P. virgatum, Z. mays, and O. sativa) have four exons, whereas Brachypodium distachyoncontains only two exons. Phylogenetic analysis revealed that the CAD proteins mainly divided into two groups.The highest bootstrap values were found as follows: Fragaria vesca-Prunus persica clade (100%), Glycine maxMedicago truncatula (81%), and S. bicolor-Z. mays (72%). The 3D structures of plant CADs showed that Oryzaand Vitis had the most divergent structures when compared to the other plant species. Eventually, the datarepresented here contribute to studies aiming at evaluating the plant CADs extensively and at identifying new CADgenes in other plants.

___

  • [1] Lange B.M., Lapierre C., Sandermann, J.H. 1995 Elicitor-Induced Spruce Stress Lignin. Structural Similarity to Early Developmental Lignins, Plant Physiol., 108: 1277-1287.
  • [2] Tronchet M., Balagué C, Kroj T., Jouanin L., Roby D. 2010. Cinnamyl Alcohol DehydrogenasesC and D, Key Enzymes In Lignin Biosynthesis, Play An Essential Role In Disease Resistance in Arabidopsis, Molecular Plant Pathology, 11: 83-92.
  • [3] Sibout R., Eudes A., Mouille G., Pollet B., Lapierre C., Jouanin L., Se´guin A. 2005. Cinnamyl Alcohol Dehydrogenase-C and -D are the Primary Genes Involved in Lignin Biosynthesis in the Floral Stem of Arabidopsis, The Plant Cell, 17: 2059-2076.
  • [4] Santos W.D., Ferrarese M.L.L., Ferrarese-Filho O. 2006. High Performance Liquid Chromatography Method for the Determination of Cinnamyl Alcohol Dehydrogenase Activity in Soybean Roots, Plant Physiology and Biochemistry, 44: 511-515.
  • [5] Ma Q.H. 2010. Functional analysis of a Cinnamyl Alcohol Dehydrogenase Involved In Lignin Biosynthesis in Wheat, Journal of Experimental Botany, 61: 2735-2744.
  • [6] Li X., Ma D., Chen J., Pu G., Ji Y., Lei C., Du Z., Liu B., Ye H., Wang H. 2012. Biochemical Characterization and Identification of a Cinnamyl Alcohol Dehydrogenase from Artemisia annua, Plant Science, 193-194: 85-95.
  • [7] Barakat A., Bagniewska-Zadworna A., Choi A., Plakkat U., DiLoreto D.S., Yellanki P., Carlson J.E. 2009. The Cinnamyl Alcohol Dehydrogenase Gene Family In Populus: Phylogeny, Organization, and Expression, BMC Plant Biology, 9: 26.
  • [8] Tobias C.M., Chow E.K. 2005. Structure of the cinnamyl-alcohol dehydrogenase gene family in rice and promoter activity of a member associated with lignification. Planta, 220: 678-688.
  • [9] De Melis L.E., Whiteman P.H., Stevenson T.W. 1999. Isolation and characterisation of a cDNA clone encoding cinnamyl alcohol dehydrogenase in Eucalyptus globulus Labill. Plant Science, 143: 173-182.
  • [10] Kim S.J., Kim M.R., Bedgar D.L., Moinuddin S.G.A., Cardenas C.L., Davin L.B., Kang C., Lewis N.G. 2004. Functional reclassification of the putative cinnamyl alcohol dehydrogenase multigene family in Arabidopsis. PNAS, 101: 1455-1460.
  • [11] Saballos A., Ejeta G., Sanchez E., Kang C., Vermerris W. 2009. A Genome-Wide Analysis of the Cinnamyl Alcohol Dehydrogenase Family in Sorghum [Sorghum bicolor (L.) Moench] identifies SbCAD2 as the Brown midrib6 Gene. Genetics, 181:783-795.
  • [12] Halpin C.K., Holt J., Chojecki D., Oliver B., Chabbert B., Monties B., Edwards K., Barakate A., Foxon G.A. 1998. Brown-midribmaize (bm1): A Mutation Affecting the Cinnamyl Alcohol Dehydrogenase Gene, Plant J., 14: 545-553.
  • [13] Schubert R., Sperisen C., Müller-Starck G. La Scala S., Ernst D., Sandermann Jr. H., Hager K.P. 1998. The Cinnamyl Alcohol Dehydrogenase Gene Structure in Picea abies (L.) Karst.: Genomic Sequences, Southern Hybridization, Genetic Analysis and Phylogenetic Relationships, Trees, 12: 453-463.
  • [14] Lynch D., Lidgett A., McInnes R., Huxley H., Jones E., Mahoney N., Spangenberg G. 2002. Isolation and Characterisation of Three Cinnamyl Alcohol Dehydrogenase Homologue cDNAs from Perennial Ryegrass (Lolium perenne L.). J. Plant Physiol, 159: 653-660.
  • [15] Kim Y.J., Kim D.G., Lee S.H., Lee I. 2006. Wound-Induced Expression of the ferulate 5- hydroxylase gene in Camptotheca acuminate. Biochimica et Biophysica Acta, 1760: 182-190.
  • [16] Sonnhammer E.L., Eddy S.R., Durbin R. 1997. Pfam: A Comprehensive Database of Protein Domain Families Based on Seed Alignments. Proteins, 28: 405-420.
  • [17] Gasteiger E. 2005. Protein Identification and Analysis Tools on the ExPASy Server. In: John M. Walker ed, The Proteomics Protocols Handbook, Humana Press, 571-607.
  • [18] Timothy L., Mikael Bodén B.., Buske FA., Frith M., Grant C.E., Clementi L., Ren J., Li W.W., Noble W.S. 2009. MEME SUITE: Tools for Motif Discovery and Searching, Nucleic Acids Research, 37: 202-208.
  • [19] Emanuelsson O., Nielsen H., Brunak S., Heijne G. 2000. Predicting Subcellular Localization of Proteins Based on Their N-Terminal Amino Acid Sequence. J. Mol. Biol., 300: 1005-1016.
  • [20] Guo A.Y., Zhu Q.H., Chen X., Luo J.C. 2007. GSDS: A Gene Structure Display Server. Yi Chuan 29 (8):1023–1026.
  • [21] Schneider T.D., Stephens R.M. 1990. Sequence Logos: A New Way to Display Consensus Sequences. Nucleic Acids Res.,18: 6097-6100.
  • [22] Crooks G.E., Hon G., Chandonia J.M., Brenner S.E. 2004. WebLogo: A sequence logo Generator. Genome Research, 14: 1188-1190.
  • [23] Franceschini A., Szklarczyk D., Frankild S., Kuhn M., Simonovic M., Roth A., Lin J., Minguez P., Bork P., von Mering C., Jensen L.J., 2013. STRING V9.1: Protein-Protein Interaction Networks, with Increased Coverage and Integration, Nuc Acid Res 41: 1. doi-10.1093/nar/gks1094.
  • [24] McGuffin L.J., Bryson K., Jones D.T. 2000. The PSIPRED Protein Structure Prediction Server. Bioinformatics,16 (4): 404-405.
  • [25] Buchan D.W., Ward S.M., Lobley A.E., Nugent T.C., Bryson K., Jones D.T. 2010. Protein Annotation and Modelling Servers at University College London, Nucl. Acids Res., 38 Suppl, W563-W568.
  • [26] Guex N., Peitsch M.C., Schwede T. 2009. Automated Comparative Protein Structure Modeling with SWISS-MODEL and Swiss-PdbViewer: A historical perspective, Electrophoresis, 30: S162- S173.
  • [27] Lovell S.C., Davis I.W., Arendallp W.B. 3rd, de Bakker P.I., Word J.M., Prisant M.G., Richardson J.S., Richardson D.C. 2003. Structure Validation by Cα Geometry: φ, ψand Cβ Deviation, Proteins, 50: 437-450.
  • [28] Thompson J.D., Higgins D.G., Gibson T.J. 1994. CLUSTAL W: Improving the Sensitivity of Progressive Multiple Sequence Alignment Through Sequence Weighting, Position-Specific Gap Penalties and Weight Matrix Choice. Nucleic Acids Res, 22:4673-4680.
  • [29] Tamura K., Peterson D., Peterson N., Stecher G., Nei M., Kumar S. 2011. MEGA5: Molecular Evolutionary Genetics Analysis Using Maximum Likelihood, Evolutionary Distance, and Maximum Parsimony Methods. Molecular Biology and Evolution, 28: 2731-2739.
  • [30] Deng W.W., Zhang M., Wu J.Q., Jiang Z.Z., Tang L., Li Y.Y., Wei C.L., Jiang C.J., Wan X.C. 2013. Molecular Cloning, Functional Analysis of Three Cinnamyl Alcohol Dehydrogenase (CAD) Genes in The Leaves of Tea Plant, Camellia sinensis. Journal of Plant Physiology, 170: 272-282.
  • [31] Blanco-Portales R., Medina-Escobar N., Lopez-Raez J.A., Gonzalez-Reyes J.A., Villalba J.M., Moyano E, Caballero J.L., Munoz-Blanco J. 2002. Clone, Expression and Immunolocalization Pattern of a Cinnamyl Dehydrogenase Gene from Strawberry (Fragaria ananassa cv. Chandler), J Exp Bot., 375:1723-34.
  • [32] Schwarz F., Aebi M. 2011. Mechanisms and Principles of N-Linked Protein Glycosylation. Current Opinion in Structural Biology, 21: 576-582.
  • [33] Xu G., Guo C., Shan H., Kong H. 2011. Divergence of Duplicate Genes in Exon–Intron Structure. PNAS, doi/10.1073/pnas.1109047109.
  • [34] Boerjan W., Ralph J., Baucher M. 2003. Lignin Biosynthesis, Annu Rev Plant Biol., 54: 519-46.
  • [35] Herrero J., Esteban-Carrasco A., Zapata J.M. 2013. Looking for Arabidopsis thaliana Peroxidases Involved in Lignin Biosynthesis. Plant Physiol. Bioch., 67: 77-86.
  • [36] Lawton-Rauh A. 2003. Evolutionary Dynamics of Duplicated Genes in Plants. Molecular Phylogenetics and Evolution, 29: 396-409.
  • [37] Lynch M. 2007. The Origins of Genome Architecture. Sinnauer, Sunderland.
  • [38] Cheng X., Li M., Li D., Zhang J., Jin Q., Sheng L., Cai Y., Lin Y. 2017. Characterization and Analysis of CCR and CAD Gene Families at the Whole-Genome Level for Lignin Synthesis of Stone Cells in Pear (Pyrus bretschneideri) Fruit, Biology open, 6 (11): 1602-1613.
  • [39] Rong W., Luo M., Shan T., Wei X., Du L., Xu H., Zhang Z. 2016. A Wheat Cinnamyl Alcohol Dehydrogenase TaCAD12 Contributes to Host Resistance to the Sharp Eyespot Disease. Frontiers in Plant Science, 7: 1723.
  • [40] Bukh C., Nord-Larsen P.H., Rasmussen S.K. 2012. Phylogeny and Structure of the Cinnamyl Alcohol Dehydrogenase Gene family in Brachypodium distachyon. J Exp Bot., 63 (17): 6223-36.
  • [41] Jun S.Y., Walker A.M., Kim H., Ralph J., Vererris W., Sattler S.E., Kang C. 2017. The Enzyme Activity and Substrate Specificity of Two Major Cinnamyl Alcohol Dehydrogenases in Sorghum (Sorghum bicolor), SbCAD2 and SbCAD4. Plant Physiol., 174 (4): 2128-2145.
Bitlis Eren Üniversitesi Fen Bilimleri Dergisi-Cover
  • Yayın Aralığı: Yılda 4 Sayı
  • Başlangıç: 2012
  • Yayıncı: Bitlis Eren Üniversitesi Rektörlüğü
Sayıdaki Diğer Makaleler

Tarihi Yığma Yapıların Malzeme Karakteristiklerinin Hasarsız Yöntemlerle Belirlenmesi: Diyarbakır Ulu Camii

Hüseyin Suha AKSOY, Muhammet KARATON

Düz tüp içerisinde burulmuş şerit kullanarak ısı geçişinin iyileştirilmesi

İbrahim Halil YILMAZ, Taha Tuna GÖKSU

Farklı Besin Tiplerinin Ephestia kuehniella Zeller (Lepidoptera: Pyralidae)’nın Total Lipit ve Total Yağ Asidi Yüzdelerine Etkileri

Özgür ÖZCAN, Evrim SÖNMEZ, Yeşim KOÇ

Bazı Astragalus Türlerinin HPLC Kullanılarak Yağda Çözünen Vitamin İçeriklerinin Belirlenmesi

Muammer BAHŞİ, Murat KÜRŞAT, Ökkeş YILMAZ, İrfan EMRE

Emotiv Epoc ile Durağan Hal Görsel Uyarılmış Potansiyel Temelli Beyin Bilgisayar Arayüzü Uygulaması

Abdullah Talha SÖZER, Can Bülent FİDAN

Yükseköğretim Programı Tercihlerinin İncelenmesinde Karmaşık Ağ Analizi Yaklaşımı

Volkan TUNALI, Erdal GÜVENOĞLU

Bazı Lathyrus L. Türlerinin Yağda Çözünen Vitamin İçerikleri

Muammer BAHŞİ, Hasan GENÇ, Ökkeş YILMAZ, İrfan EMRE, Ahmet ŞAHİN

Bafa Gölü Sularında Element Konsantrasyonlarının Belirlenmesi ve Su Kalitesi Açısından Değerlendirilmesi

Melik KARA

Plazma Sprey Yöntemiyle AISI 304 Paslanmaz Çelik Üzerinde Üretilen Ti3SiC2 MAX Fazlı Kaplamanın Karakterizasyonu

Serkan ISLAK, Cihan ÖZORAK, Özkan ESKİ

Mekanik Öğütme ve Basınçsız Sinterleme ile Al-SiC Kompozitlerin Üretimi ve Karakterizasyonu

Doğan ŞİMŞEK, Dursun ÖZYÜREK, İjlal ŞİMŞEK