Ankara ve Konya (Türkiye) illeri havuç (Daucus carota L.) (Apiaceae) ekim alanlarında aster yellows fitoplazmasının altgruplarının ve potansiyel böcek vektörlerinin belirlenmesi

Aster yellows fitoplazma (AYp), ekonomik açıdan önemli farklı tarım ürünlerini etkileyen yaygın bir bitki patojenidir. AYp, böcek vektörleri aracılığıyla geniş alanlara yayılabilir ve havuç yapraklarında şiddetli kızarıklık ve sararma ile ilişkilendirilir. Türkiye'nin en büyük havuç üretim alanları olan Ankara ve Konya illerinde aster yellows fitoplazmasının potansiyel böcek vektörlerinin varlığı araştırılmıştır. Mart-Eylül 2020 tarihleri arasında arazi çalışmalarında 45 böcek örneği toplanmıştır. Morfolojik ve moleküler çalışmalar Neophilaenus campestris (Fallén, 1805) (Hemiptera: Aphrophoridae), Empoasca decipiens Paoli, 1930 (Hemiptera: Cicadellidae) ve Psammotettix striatus (L., 1758) (Hemiptera: Cicadellidae) türlerinin 16SrI-F altgrubu ile bulaşık olduğunu göstermiştir. Bununla birlikte, farklı lokasyonlardan toplanan P. striatus türü ise 16SrI-R altgrubu ile bulaşıktı. Cicadula divaricata Ribaut, 1952 (Hemiptera: Cicadellidae) ve bir psyllid (Psylloidea: Psyllidae) türünde 16SrI-B altgrubu saptanmıştır. Empoasca sp., Anaceratagallia sp. (Hemiptera: Cicadellidae) ve Psammotettix confinis (Dahlbom, 1850) (Hemiptera: Cicadellidae) ise potansiyel fitoplazma vektörleri olarak belirlenmiştir. Elde edilen fitoplazma 16S rRNA ve böcek sitokrom oksidaz genlerinin nükleotit dizileri filogenetik çalışmalarda kullanılmıştır. Bu sonuçlar, havuç ekim alanlarında aster yellows fitoplazmalarının vektör kontrolüne katkıda bulunacaktır.

Determination of potential insect vectors and subgroups of aster yellows phytoplasma in the carrot (Daucus carota L.) (Apiaceae) cultivation areas of Ankara and Konya Provinces, Türkiye

Aster yellows phytoplasma (16Sr-I, AYp) is a widespread plant pathogen affecting a wide range of economically important crops. AYp can be distributed widely via insect vectors and is associated with severe redness and yellowing in carrot leaves. The presence of potential insect vectors of aster yellows phytoplasma was investigated in the Ankara and Konya Provinces, the largest carrot production areas in Türkiye. Forty-five insect samples were collected during the field studies between March and September 2020. Morphological and molecular studies have shown that Neophilaenus campestris (Fallén, 1805) (Hemiptera: Aphrophoridae), Empoasca decipiens Paoli, 1930 (Hemiptera: Cicadellidae) and Psammotettix striatus (L., 1758) (Hemiptera: Cicadellidae) carried 16SrI-F phytoplasma. Psammotettix striatus collected from different locations contained subgroup 16SrI-R, as well. In addition, subgroup 16SrI-B was determined in Cicadula divaricata Ribaut, 1952 (Hemiptera: Cicadellidae) and in a psyllid (Psylloidea: Psyllidae) species. Empoasca sp., Anaceratagallia sp. (Hemiptera: Cicadellidae) and Psammotettix confinis (Dahlbom, 1850) (Hemiptera: Cicadellidae) were determined as potential phytoplasma vectors. Phytoplasma 16Sr rRNA and insect cytochrome oxidase gene nucleotide sequences were used for phylogenetic analysis. The results will contribute to vector-based control of aster yellows phytoplasmas in carrot cultivation areas.

___

  • Alfaro-Fernández, A., I. Ibañez, E. Bertolini, D. Hernández-Llopis, M. Cambra & M. I. Font, 2017. Transmission of Spiroplasma citri in carrot seeds and development of a real-time PCR for its detection. Journal of Plant Pathology, 99 (2): 371-379.
  • Bertaccini, A., 2007. Phytoplasmas: diversity, taxonomy, and epidemiology. Frontiers in Bioscience, 12: 673-689.
  • Bertaccini, A. & I. M. Lee, 2018. “Phytoplasmas: An Update, 1-31”. In: Phytoplasmas: Plant Pathogenic Bacteria - I. Characterisation and Epidemiology of Phytoplasma-Associated Diseases (Eds. G. P. Rao, A., Bertaccini, N. Fiore & L. W. Liefting), Springer, Singapur, 345 pp.
  • Bertolini, E., G.R. Teresani, M. Loiseau, F. A. O. Tanaka, S. Barbé, C. Martínez, P. Gentit, M. Lopez & M. Cambra, 2015. Transmission of ‘Candidatus Liberibacter solanacearum’ in carrot seeds. Plant Pathology, 64 (2): 276-285.
  • Carminati, G., E. Satta, S. Paltrinieri & A. Bertaccini, 2019. Simultaneous evaluation of ‘Candidatus Phytoplasma’ and ‘Candidatus Liberibacter solanacearum’ seed transmission in carrot. Phytopathology Mollicutes, 9 (1): 141-142.
  • Cebrián, M. C., F. J. Villaescusa, A. Alfaro-Fernández, A. Hermoso de Mendoza, M. C. Córdoba-Sellés, C. Jordá, J. C. Ferrándiz, S. Sanjuán & M. I. Font, 2010. First report of Spiroplasma citri in carrot in Europe. Plant Disease, 94 (10): 1264.
  • Deng, S. & C. Hiruki, 1991. Amplification of 16S rRNA genes from culturable and non-culturable mollicutes. Journal of Microbiological Methods, 14 (1): 53-61.
  • Duduk, B., A. Bulajić, N. Duduk, A. Calari, S. Paltrinieri, B. Krstić & A. Bertaccini, 2007. Identification of phytoplasmas belonging to aster yellows ribosomal group (16SrI) in vegetables in Serbia. Bulletin of Insectology, 60 (2): 341-342.
  • Duduk, B., P. Peric, D. Marcic, T. Drobnjakovic, L. Picciau, A. Alma & A. Bertaccini, 2008. Phytoplasmas in carrots: disease and potential vectors in Serbia. Bulletin of Insectology, 61 (2): 327-331.
  • Folmer, O., M. Black, W. Hoeh, R. Lutz & R. Vrijenhoek, 1994. DNA primers for amplification of mitochondrial cytochrome c oxidase subunit I from diverse metazoan invertebrates. Molecular Marine Biology & Biotechnology, 3 (5): 294-299.
  • Frost, K. E., D. K. Willis & R. L. Groves, 2011. Detection and variability of aster yellows phytoplasma titer in its insect vector, Macrosteles quadrilineatus (Hemiptera: Cicadellidae). Journal of Economic Entomology, 104 (6): 1800-1815.
  • Gera, A., L. Maslenin, P. G. Weintraub & M. Mawassi, 2011. Phytoplasma and spiroplasma diseases in open-field crops in Israel. Bulletin of Insectology, 64 (Supplement): 53-54.
  • Gundersen, D. E. & I. M. Lee, 1996. Ultrasensitive detection of phytoplasmas by nested-PCR assays using two universal primer pairs. Phytopathologia Mediterranea, 35 (3): 144-151.
  • Hall, T. A., 1999. BioEdit: A User-Friendly Biological Sequence Alignment Editor and Analysis Program for Windows 95/98/NT. Nucleic Acids Symposium Series, 41: 95-98.
  • Harrison, N. A., R. E. Davis, C. Oropeza, E. E. Helmick, M. Narvaez, S. Eden-Green, M. Dollet & M. Dickinson, 2014. ‘Candidatus Phytoplasma palmicola’, associated with a lethal yellowing-type disease of coconut (Cocos nucifera L.) in Mozambique. International Journal of Systematic & Evolutionary Microbiology, 64 (6):1890-1899.
  • Hebert, P. D., A. Cywinska, S. L. Ball & J. R. deWaard, 2003. Biological identifications through DNA barcodes. Proceedings Biological Sciences, 270 (1512): 313-321.
  • Hogenhout, S. A. & R. Loria, 2008. Virulence mechanisms of Gram-positive plant pathogenic bacteria. Plant Biology, 11 (4): 449-456.
  • Hogenhout, S. A., K. Oshima, E. Ammar, S. Kakizawa, H. N. Kingdom & S. Namba, 2008. Phytoplasmas: bacteria that manipulate plants and insects. Molecular Plant Pathology, 9 (4): 403-423.
  • Hoy, C. W., X. Zhou, L. R. Nault, S. A. Miller & J. Styer, 1999. Host plant, phytoplasma, and reproductive status effects on flight behavior of aster leafhopper (Homoptera: Cicadellidae). Annals of Entomological Society of America, 92 (4): 523-528.
  • İnak, E., E. Özdemir, A. E. Atış, F. Randa-Zelyüt, A. İnak, Ü. Demir, Ü. E. Roditakis & J. Vontas, 2021. Population structure and insecticide resistance status of Tuta absoluta populations from Turkey. Pest Management Science, 77 (10): 4741-4748.
  • Katoh, K., J. Rozewicki & K. D. Yamada, 2019. MAFFT online service: multiple sequence alignment, interactive sequence choice and visualization. Brief Bioinformatics, 19 & 20 (4):1160-1166.
  • Kumar, S., G. Stecher, M. Li, C. Knyaz & K. Tamura, 2018. MEGA X: Molecular evolutionary genetics analysis across computing platforms. Molecular Biology Evolution, 35 (6): 1547-1549.
  • Kumari, S., K. Nagendran, A. B. Rai, B. Singh, G. P. Rao & A. Bertaccini, 2019. Global status of phytoplasma diseases in vegetable crops. Frontiers Microbiology, 10: 1349.doi: 10.3389/fmicb.2019.01349
  • Lee I. M., K. D. Bottner, J. E. Munyaneza, R.E. Davis, J. M. Crosslin & L. J. du Toit, 2006. Carrot purple leaf: a new spiroplasmal disease associated with carrots in Washington State. Plant Diseases, 90 (8): 989-993.
  • Lorenz, K., B. Schneider, U. Ahrens & E. Seemüller, 1995. Detection of the apple proliferation and pear decline phytoplasmas by PCR amplification of ribosomal and nonribosomal DNA. Phytopathology, 85: 771-776.
  • McCoy, R. E., A. Caudwell, C. J. Chang, T. A. Chen, L. N. Chiykowski, M. T. Cousin, J. L. Dale, G. T. N. de Leeuw, D. A. Golino, K. J. Hackett, B. C. Kirkpatrick, R. Marwitz, H. Petzold, R. H. Sinha, M. Sugiura, R. F. Whitcomb, I. L. Yang, B. M. Zhu & E. Seemüller, 1989. “Plant Diseases Associated with Mycoplasmalike Organisms, 545-560”. In: The Mycoplasmas, Vol. 5 (Eds. R. F. Whitcomb & J. G. Tully). Academic Press, New York, 679 pp.
  • Pastore, M., E. Raffone, M. Santonastaso, R. Priore, S. Paltrinieri, A. Bertaccini & A. M. Simeone, 2004. Phytoplasma detection in Empoasca decedens and Empoasca spp. and their possible role as vectors of European stone fruit yellows (16SrXB) phytoplasma. Acta Horticulturae, 657: 507-511.
  • Randa-Zelyüt, F., F. Ertunç & D. Şenal, 2022. The association of 16SrVI and 16SrI phytoplasma groups with carrot seeds and weeds in Ankara and Konya provinces in Turkey. Plant Protection Bulletin, 62 (1): 24-33.
  • Satta, E., A. S. Ramírez, S. Paltrinieri, N. Contaldo, P. Benito, J. B. Poveda & A. Bertaccini, 2017. Simultaneous detection of mixed ‘Candidatus Phytoplasma asteris’ and ‘Ca. Liberibacter solanacearum’ infection in carrot. Phytopathologia Mediterranea, 55 (3): 401-409.
  • Stillson, P. T. & Z. Szendrei, 2020. Identifying leafhopper targets for controlling Aster Yellows in carrots and celery. Insects, 11 (7): 411.
  • Stolarczyk, J. & J. Janick, 2011. Carrot: history and iconography. Chronica, 51 (2): 13-18.
  • Tamer, A., M. Aydemir & A. Has, 1997. Ankara ve Konya illerinde korunga ve yoncada görülen zararlı ve faydalı böcekler üzerinde faunistik çalışmalar. Bitki Koruma Bülteni, 37 (3): 125-161 (in Turkish with abstract in English).
  • Tamura, K., 1992. Estimation of the number of nucleotide substitutions when there are strong transition-transversion and G+C-content biases. Molecular Biology & Evolution, 9 (4): 678-687.
  • TUIK, 2021. Turkish Statistical Institute. (Web page: https://data.tuik.gov.tr/Kategori/GetKategori?p=tarim-111&dil=1) (Date accessed: 16.12.2021).
  • Weintraub, P. G. & L. A. Beanland, 2006. Insect vectors of phytoplasmas. Annual Review of Entomology, 51: 91-111.
  • Zhao, Y., W. Wei, I. M. Lee, J. Shao, X. Suo & R. E. Davis, 2013. “The iPhyClassifier, an Interactive Online Tool for Phytoplasma Classification and Taxonomic Assignment, 329-338”. In: Phytoplasma. Methods in Molecular Biology (Eds. M. Dickinson & J. Hodgetts), Vol: 938. Humana Press, Totowa, 421 pp.
Türkiye Entomoloji Dergisi-Cover
  • ISSN: 1010-6960
  • Başlangıç: 1977
  • Yayıncı: Galip KAŞKAVALCI
Sayıdaki Diğer Makaleler

Kivi bahçelerindeki yabancı otlarda görülen kök-ur nematodu türlerinin, Meloidogyne spp. Goeldi, 1892 (Tylenchida: Meloidogynidae) moleküler yöntemlerle tespiti

Faruk AKYAZI, Öğr. Gör. Anıl Fırat FELEK

Heterorhabditis bacteriophora Poinar, 1976 (Rhabditida: Heterorhabditidae) hibrit HBH ırkının ayçiçeği çayır tırtılı, Loxostege sticticalis L., 1761 (Lepidoptera: Pyralidae)’e karşı biyolojik mücadele potansiyeli

Emre DEDE, Alperen Kaan BÜTÜNER, Alper SUSURLUK

Bazı Brassicaceae bitkilerinin tohum unlarının domates ve hıyarda Meloidogyne incognita (Kofoid & White, 1919) Chitwood, 1949 (Tylenchida: Meloidogynidae)'ya karşı baskılayıcı etkisi

Fatma Gül GÖZE ÖZDEMİR

Azadirachtine maruz kalan Achroia grisella (Fabricius, 1794) (Lepidoptera: Pyralidae) larvalarında ölüm oranı, gelişim biyolojisi ve hücresel bağışıklık tepkileri

Aylin ER

Rhyzopertha dominica (F., 1792) (Coleoptera: Bostrichidae)’nın Türkiye popülasyonlarındaki fosfin direncinde bioassay ile moleküler markörün karşılaştırılması

Abdullah YILMAZ, Erhan KOÇAK

Mersin (Türkiye)’de limon, Citrus limon (L.) (Rutales: Rutaceae) bahçesinde farklı insektisitlerin ve avcı böcek Orius laevigatus (Fieber, 1860) (Hemiptera: Anthocoridae) salımının Thrips hawaiiensis (Morgan,1913) (Thysanoptera: Thripidae)’e karşı etkinliği

Adalet HAZİR, Miraç YAYLA, Doğancan KAHYA, Ekrem ATAKAN

LC-MS/MS ve GC-MS ile Türkiye menşeli patateslerde insektisit kalıntılarının araştırılması ve sağlık risk değerlendirmesi

Özlem YILMAZ, Tarık BALKAN

Türkiye afit faunasına yeni bir katkı ve Isparta ormanlarındaki afit türlerinin (Hemiptera: Aphididomorpha) kompozisyonu

Şükran OĞUZOĞLU, Mustafa AVCI, Özhan ŞENOL

Frankliniella occidentalis (Pergande, 1895) (Thysanoptera: Thripidae) Antalya ili (Türkiye) popülasyonlarında yaygın ve yüksek düzeyde spinosad ve spinetoram direnci

Badegül KAMIŞ, Fatih DAĞLI

Ankara ve Konya (Türkiye) illeri havuç (Daucus carota L.) (Apiaceae) ekim alanlarında aster yellows fitoplazmasının altgruplarının ve potansiyel böcek vektörlerinin belirlenmesi

Filiz RANDA ZELYÜT, Emre İNAK, Emine DEMİR ÖZDEN, Derya ŞENAL, Filiz ERTUNÇ