Sıtma vektörü Anopheles sacharovi' de fizyolojik insektisit direnci

Özet: İnsan sıtma hastalığının vektörü olan An. sacharovi ve benzer böceklerde insektisitelere karşı gelişen direnci günümüzde uygulanan hassasiyet testleri başarılı bir şekilde saptamaktadır. Direnç hak kında daha detaylı bilgi sağlamak için biyokimyasal ve genetik temele dayanan alternatif yöntemler geliştirilmiştir. Bu çalışmanın ilk aşamasında; farklı sezonlarda, insektisit uygulamalarının yoğun olduğu Tabakalar, Herekli köyleri ile nispeten az insektisit kullanılan Menekşe köyünde toplanan An sacharovi dişileri ve bunlarla karşılaştırmak için hiçbir insektisit baskısı altında bulunmayan ve tüm yıl boyunca aktif olan An. sacharovi kolonisi dişileri hassasiyet testlerine maruz bırakıldılar. Türkiye’de sivrisinek mücadelesinde kullanılan insektisitlerden: DDT %4, Malathion %5, Propoxur %1, Deltamethrin %0.025 ve Permethrin %0.25 insektisitlerinin letal dozları kullanılarak örnekler hassas ve dirençli olarak gruplandırıldı. Çalışmanın ikinci aşamasında, organofosfat ve karbamat insektisit direncinde hedef yapı olan Asetilkolin Esteraz (AchE) enzimi ile organoklar ve pyrethroid insektisitlerin etkisizleştirilmesinde çok büyük rolü olan Glutatyon S-Transferaz (GST) olmak üzere üç enzim çalışıldı. Hassasiyet test sonuçlarına göre yaptığımız gruplandırma ile aynı örneklerde üç enzim için ölçtüğümüz aktivite oranları arasındaki uyum diskriminant analizi ile test edilerek AchE enzimi için %76.6, GST az enzimi için %74.1 ve Genel Esteraz enzimi için de %62.2 gibi oldukça yüksek bir uyumluluk bulunmuştur. Her üç enzim için de saptadığımız aktivitelerin, dirençlilerde hassaslardan anlamlı derecede daha yüksek olmasının yanında, gonoaktif döneme ait enzim aktivitelerinin de yağlanmış sezondan anllamlı derecede daha yüksek olduğu bulundu. Ayrıca çok yoğun insektisit kullanılan lokalitelerde AchE, GST ve Genel Esteraz enzim aktivitelerinin oldukça yüksek ve insektisitlerin az kullanıldığı veya hiç kullanılmadığı lokalitelerde ise aktivitenin düşük olduğu bulundu.

Insecticide resistance in malaria vector An. sacharovi

Susceptibility tests have been successfully used for many years to determine insecticide resistance raised in pest and vector insects, including An. sacharovi,the primary human malaria vector in Turkey. As this method does not provide sufficient information about physiological resistance, an alternative method of enzyme tests based on biochemical and genetic evaluations has been developed. In this study, both methods were used for comparison. First of all, susceptibility to insecticides was tested in adult females of An. sacharovi collected in different seasons from Tabaklar and Herekli Villages, where insecticides are used intensively for both agricultural and vector control purposes, and from Menekse Village, where insecticide applications are more limited. Samples taken from laboratory colonies consisting of mosquitoes under non-insecticide pressure during the gonoactive season were also tested for comparison with the field material. In the susceptibility test using lethal doses of DDT 4%, Malathion 5%, Propoxur %1, Deltamethrin 0.025% and Permethrin 0.25%, each sample was divided into resistant and susceptible groups, then the changes in the activity levels of enzymes were studied in these groups. Three enzymes were tested; Acetylcholine Esterase (AChE), which is the target site in organophosphate and carbamate insecticide resistance, Glutathione S-Transferase (GST), which has a significant role in the detoxification of organochlorine and pyrethroide insecticides, and non-specific General Esterase, which has a role in the detoxification of all insecticides. The activities of the three enzymes were found at higher levels in the resistant groups than in the susceptible groups and also at higher levels in the gonoactive period than in the hibernation season. It was also found that AchE, GST and General Esterase enzyme activities were higher in localities receiving intensive insecticide application than in localities where insecticides are used in smaller quantities or not at all.

PDF

___

1. Kasap M: Insektisitler ve vektör kontrolünde kullanılmaları. VI Ulusal Paraz Kong Özel sayı, 1989, 13(2). 209-226.
2. Ramsdale CD: Some aspects of epidemiology of resurgent malaria in Turkey. Trans Roy Soc Med & Hyg. 1978, 72: 6.
3. Clements AN: The Physiology of mosquitoes. Pergamon Press, Oxford, England, 1963, p:393.
4. Kasap M, Kasap H, Alptekin D & Demirhan O: Anopheles sachorovi de beslenme ve fizyolojik yaş. ÇÜ Tıp Fak Derg. 1989, Sayı 4: 581-589.
5. Boşgelmez A. Çakmakcı, L. Alten B. Ayaş Z. Işık K. Sümbül H. Kuytul A. Kocal AŞ Kaynaş S. Temimhan M. Şimşek F M (1994): Sivrisineklere Karşı Entegre Mücadele. T.C. Turizm Bakanlığı Yatırımlar Genel Müdürlüğü Alt Yapı Dairesi Başkanlığı, Yayın No:1994-1, H.Ü. Fen Fakültesi Matbaası, ISBN 975-7478-82-2, 759 s.
6. Boşgelmez A. Çakmakcı L. Alten B. Ayaş Z. Işık K. Sümbül H. Şimşek F.M. Ayaş Z. Temimhan M. Göktürk R.S. Savaşçı S. Paslı N. Kuytul A. Kocal AŞ (1995). Sivrisineklere Karşı Entegre Mücadele II. T.C. Turizm Bakanlığı Yatırımlar Genel Müdürlüğü Alt Yapı Dairesi Başkanlığı, Yayın No:1995-1, H.Ü. Fen Fakültesi Matbaası, ISBN 975- 7478-90-3, 541 s.
7. Dawidson G & Zahar AR: The practical implications of resistance of malaria vectors to insecticides. Bulletin of WHO. 1973, 49: 475-483.
8. Aldridge WN: Serum esterases. Biochem J. 1953, 53: 110.
9. Dauterman C: The role of hydrolysis in insecticide metebolism and the toxicological significance of the metabolites. J Clin Toxicol. 1983, 19: 623.
10. Ellman GL, Courtney KD, Andres V & Foatherstone RM: A new and rapid calorimentric determination of acetylcholin esterase activity. Biochem Pharmacol. 1961, 7: 88.
11. Hemingway J & Smith: Field and labarotory detection of the altered acetylcholin esterase resistance genes which confer organophosphate and carbamate resistance in mosquitoes. Bull Ent Res. 1986, 76: 559-565.
12. Oppenoorth FJ & Welling W: Biochemistry and physiology of resistance in insecticide resistance. Plenum, NewYork, 1976, p:507.
13. Van Asperen K & Oppenoorth FJ: Organophosphate resistance and esterase activity in house flies. Entomol Exp Appl. 1959, 2: 48.
14. Hemingway J, Malcolm CA, Kisson KE, Boddington RG, Curtis CF & Hill N: The biochemistry of insecticide. Resistance in Anopheles sacharovi, Comparative studies with a range of insecticide susceptible and resistant Anopheles and Culex species. Pest Biochem & Physiol. 1983, 24: 68-76.
15. Kasap M, Şişli N: Ankara yöresinde An. maculipennis kompleksinin (Diptera: Culicidae) DDT Ç 4.0, DLN %0.8 ve Mal. %5.0 insektisitlerine kaşı gösterdikleri dirençlilik. Türk Parazitoloji Dergisi. 1979, 11: 1725.
16. Whartin RH & Roulsten WJ: resistance of tick to chemicals. Ann Rev Entomol. 1970, 15: 381.
17. WHO: Manual on pratical entomology in malaria. V.-II Geneva, 1975.
18. Hemigway J, Small GJ, Monro A, Savyer BV & Kasap H: Insecticide resistance gene frequencies in Anopheles sacharovi populations of the Çukurova Plain, Adana Province, Turkey. Med & Vet Entomol. 1992, 6: 312-348.
19. Lowry OH, Rosebrough NT, Farr AL & Kendall RJ: Protein measurement with the folin phenol reagent. J Biol Chem. 1951, 193: 265.
20. Saunders B D & Trapp R G. Basic and Clinical Biostatistics. Appleton & Lange, USA, 1994, p: 125-143.
21. Dewonshire AL & Moores GD: Different forms of insensitive Acetylcholin estarese in Insecticide resistant house flies. Pest Biochem & Physiol. 1984, 78: 163-171.
22. Ffrench-Constant RH & Bonning BC: Rapid microtitre plate test insecticide resistant acetylcholinesterase genotypes in the mosquitoes. Med & Vet Entomol. 1989, 3: 9-16.
23. Plapp FW & Wang TC: Genetics of metabolic resistance to insecticides in the house fly: Evdinece for the role of a major regulatory gene. J Chin Entomol. 1982, 1: 11.
24. Smissaert HR, Voerman S, Oostenbrugge L & Renooy N: Acetylcholin esterase of organophosphate susceptible and resistant spider mites. J Agric Food Chem. 1970, 18: 66.
25. Kasap H, Kasap M, Akbaba M, Alptekin D, Demirhan O, Lüleyap Ü & Pazarbaşı: A: Residual efficacy of Primiphos methyl (Actellic) on Anopheles sacharovi in Çukurova Turkey. J Am Mosq Cont Assoc. 1992, 8(1): 47-51.
26. Grant DF, Bender DM & Bruce DM: Quantitative kinetic assays for Glutlathione S.-Transferase and General esterase in individual mosquitoes using an EIA reader. Insect Biochem. 1989, 19(8): 741-751.
27. Meister A & Anderson ME: “Glutathione”. Ann Rev Biochem. 1983, 52: 711-760.
28. Plapp FW: Biochemical genetics of inseticide resistance. Ann Rev Entomol. 1976, 1: 179.
29. Tanaka KN & Nakajimo M: Metabolism of lindane in house flies. Pest Biochem & Physiol. 1976, 6: 392.
30. Tanaka KN & Nakajimo M & Kurihora N: The mechanism of resistance to lindane in the third strain of housefly. Pest Biochem & Physiol. 1981, 16: 149.
31. Thorsten A: Enzymatic conjugation of Epoxides with Glutathione. J Bio Chem. 1973, 248(10): 3702-3707.
32. Oppenoorth FJ & Van Endersen K: Allelic genes in the house fly producing modified enzymes that cause organophosphate resistance. Science. 1960, 132: 298.
33. Plapp FW: The genetic basis of ınsecticide Resistance in the house fly. Pest Biochem & Physiol. 1984, 22: 194- 201.
34. WHO: Resistance of vectors and reservoirs of disease to pesticides. Tech Rep Ser, 737. Geneva, 1986.
35. Hemingway J & Georghiou GP: Baseline esterase levels for Anopheline and Culicine. Mosquitoes News. 1984, p: 33-35.
36. Ishaaya I: Insect detoxifiying enzymes; Their importance in pesticide synergism and Resistance. Arch Insect Biochem & Physiol. 1993, 22: 263-276.
37. Kasap H, Kasap M, Mimioğlu M & Aktan F: Anopheles sacharovi erginlerinin Adana yöresinde kışlama durumu. TUBITAK-TAG VII B1. Kong Teb 1983, 325-330.
38. Lüleyap Ü: Sıtma vektörü Anopheles sacharovi erginlerinde ATPaz aktivitesi ve sivrisinek mücadelesinde kullanılan Primiphos methyl’in bu kativiteye etkisi. Master Tezi. Çukurova Üniversitesi. Adana 1992.