Nannochloropsis oculato (Eustigmatophyceae)'nın besin olarak Melicertus kerathurus (Forksal, 1775) larvaları'nda kullanılması

Nannochloropsis oculata, eicosapentaenoic asit EPA, 20:5(n-3) ve arachidonic asit ARA, 20:4(n-6) içeriğince zengin besin değerinden dolayı bir çok deniz balıkları kuluçkahanesinde larva yetiştiriciliğinde (rotifer üretiminde ve larva tanklarında) canlı mikro- alg olarak yaygın şekilde kullanılmaktadır. Bununla birlikte, N. oculata karides larva beslenmesinde kullanılmamaktadır ve bu konu ile ilgili çalışmalar çok sınırlıdır. Bu çalışmadaki amaç N. oculata’nın Melicertus kerathurus larvalarının beslenmesinde tek başına besin olarak uygun olup olmayacağını karides kuluçkahanelerinde yaygın olarak kullanılan Chaetoceros calcitrans türü ile karşılaştırarak değerlendirmektir. Beş farklı (100, 150, 200, 250 ve 300 x 103 hücre/ml) yoğunlukta beslenen M. kerathurus larvalarının gelişim indeksleri ve yaşama oranları belirlenmiştir. Denemeler kontrol besini C. calcitrans ile beslenen larvaların %50’sinden fazlasının Myisis 1 olduğunda sonlandırılmıştır. Yaşama oranı kontrol grubunda %74.6 olarak gerçekleşmiş deneme gruplarında %27.3–40.6 arasında kaydedilmiştir. N. oculata ile beslenen larvaların gelişimlerinde C. calcitrans ile beslenenlere oranla kayda değer bir gerileme görülmüştür. Larval gelişim analizlerinde C. calcitrans ile beslenen larvaların ortalama gelişim indeksleri 3.7 ile Mysis 1’de sonuçlanırken deneme grubunda 2.0–2.3 arasında değişmiştir. Deneme gruplarında beslenme yoğunlukları ne olursa olsun yaşama oranları arasında fark bulunmazken (P > 0.05), 200 ve 250 x 103 hücre/ml yoğunlukta beslenen larvaların gelişim indeksleri 100, 150 ve 300 hücre/ml yoğunlukta beslenen larvalarınkinden daha büyük (P < 0.05) bulunmuştur.

Utilization of Nannochloropsis oculata (Eustigmatophyceae) as diet on Melicertus kerathurus (Foksal, 1775) larvae.

Utilization of Nannochloropsis oculata (Eustigmatophyceae) as diet on Melicertus kerathurus (Forskal, 1775) larvae. Nannochloropsis oculata is widely used as live microalgae for larval rearing (for rotifer production and into larval tanks) in many marine fish hatcheries because of its high nutritional value on eicosapentaenoic acid EPA, 20:5(n-3) and arachidonic acid ARA, 20:4(n-6). However, N. oculata has not been used as shrimp larvae feed and reports them to shrimp larvae are very scarce. The aim of the present study was to evaluate whether N. oculata could be used as monoalgal diet for Melicertus kerathurus larvae, compared to Chaetoceros calcitrans commonly used in shrimp hatcheries. Larval development index and survival rate of M. kerathurus larvae fed five different (100, 150, 200, 250, and 300 x 103 cell/ml) densities of N. oculata were estimated. The experiments were stopped when ≥ 50% of the larvae fed the control diet of C. calcitrans metamorphosed to Mysis 1. Survival rates were resulted as 74.6% in control group fed C. calcitrans and recorded between 27.3-40.6% in experimental groups. Larvae fed on N. oculata were considerably delayed in development as compared to those fed on C. calcitrans. In larval development analysis, feeding of C. calcitrans to Mysis 1 resulted in average development index 3.7, but in experimental groups was ranged from 2.0 to 2.3. In experimental group, although there was no difference (P > 0.05) in survival rate of larvae, regardless of their feeding density, development index of larvae fed 200 and 250 x 103 of N. oculata densities was higher (P < 0.05) than those fed 100, 150 and 300 x 103 densities.

___

  • Brown, M.R. 1991. The amino acid and sugar composition of sixteen species of microalgae used in mariculture. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 145: 79-99.
  • Brown, M.R., C.D. Garland, S.W. Jefrey, I.D. Jameson, J.M. Leroi. 1993. The gross and amino acid compositions of batch and semi-continuous cultures of Isochyrsis sp., Pavlova lutheri and Nannochloropsis oculata. J. Appl. Phycal., 5: 285-296.
  • Carrillo-Sanchez, M.A., R. Castro-Longoria, L. Bringas-Alvarado, J.A. Lopez- Elias, S. Galaviz-Moreno. 2001. Different Nutrition Mixes of Microalgae as Food Shrimp Larvae of Litopenaeus stylirostris. In C.I. Hendry, G.Van Stappen, M. Wille, P. Sorgelos [eds.], Larvi’01-Fish & ShellFish Larviculture Symposium, European Aquaculture Society, Special Publication No. 20, Oostende, Belgium.
  • Chu, K.H. 1989. Chaetoceros gracilis as the exclusive feed for the larvae and postlarvae of the shrimp Metapenaeus ensis. Aquaculture, 83(3-4): 281- 287.
  • D’Souza, F.M.L., D. Lecossois, M.P. Heasman, J.A. Diemar, C.J. Jackson, R.C. Pendrey. 2000. Evaluation of centrifuged microalgae concentrates as diets for Penaeus monodon Fabricius larvae. Aquaculture Research, 31: 661-670.
  • D’Souza, F.M.L., and N.R. Loneragan. 1999. Effects of monospecific and mixed-algae diets on survival, development and fatty acid composition of penaeid prawn (Penaeus spp.) larvae. Marine Biology, 133: 621-633.
  • Duerr, E.O., A. Molnar, V. Sato. 1998. Cultured microalgae as aquaculture feeds. Journal of Marine Biotechnology, 7: 65-70.
  • El-Dakar, A.Y. 2001. Utilization of five marine mikroalgal species in larval feeding of shrimp, Penaeus japonicus-I. monoalgal species, 191-194 In: C.I. Hendry, G. Van Stappen, M. Wille, P. Sorgelos [eds.], Larvi’01-Fish &Shellfish Larviculture Symposium, European Aquaculture Society, Special Publication No. 30, Belgium.
  • Glencross, B.D., and D.M. Smith. 1999. The linoleic and linolenic acids requirements of the prawn, Penaeus monodon. Aquaculture Nutrition, 5: 53-64.
  • Glencross, B.D., and D.M. Smith. 2001. Optimising the dietary levels of eicosapentaenoic and docosahexaenoic essential fatty acids for the prawn, Penaeus monodon. Aquaculture Nutrition, 7: 101-112.
  • Glencross, B.D., D.M. Smith, M.R. Thomas, K.C. Wiliams. 2002. The effect of dietary n-3 and n-6 fatty acid balance on the growth of the prawn Penaeus monodon. Aquaculture Nutrition, 8: 43-51.
  • Jeffrey, S.W., and C.D. Garland. 1987. Mass culture of microalgae essential for mariculture hatcheries. Australian Fisheries, 46: 14-18.
  • Kaya, Y., and M. Gokoglu. 2006. Comparison of Survival and Growth Rates of Jumbo Shrimp Penaeus semisulcatus (De Hann, 1844) Larvae Fed with Different Species of Phytoplankton. AQUA 2006, World Aquaculture Society and European Aquaculture Society, Abstract cd, 453 pp., 9-13 May, Florence, Italy.
  • Kumlu, M. 1999. Karides Larvalarının Beslenmesinde Nematodların Canlı Yem Yem Kaynağı Olarak Değerlendirilmesi. Tr. J. of Veterinary and Animal Sciences, 23(2): 401-409.
  • Liao, C.I., M.H. Su, E.Y. Chang. 2001. Techniques in finfish larviculture in Taiwan. Aquaculture, 200: 1-31.
  • Merican, Z.O., and K.F. Shim. 1997. The quantitative requirements for docosahexaenoic and linolenic acids by juvenile Penaeus monodon. Aquaculture, 157: 277-295.
  • Mourente, G., A. Medina, S. Gonzalez, A. Rodriguez. 1995. Variations in lipid content and nutritional status during larval development of the marine shrimp Penaeus kerathurus. Aquaculture, 130: 187-199.
  • Okauchi, M., W. Fukucho, K. Kanazawa, 1990. Difference in Nutritive Value of a Microalgae Nannochloropsis oculata at Various Growth Phases. Bull. Jap. Soc. Sci. Fish., 56(8): 1293-1298.
  • Sangha, R.S., Cruz A.C.P., M.C. Chavez-Sanchez, D.A. Jones. 2000. Survival and growth of Litpenaeus vannamei (Boone) larvae fed a single dose of live algae and artificial diets with supplements. Aquaculture Research, 31: 683-689.
  • Tobias-Quinitio, E., and C.T. Villegas. 1982. Growth, survival and macronutrient composition of Penaeus monodon Fabricius larvae fed with Chaetoceros calcitrans and Tetraselmis chuii. Aquaculture, 29: 253- 260.
  • Türkmen, G. 2003. Larval Development of the Grooved Shrimp (Penaeus kerathurus Forskal, 1775) Under Laboratory Conditions. Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 3: 97-103.
  • Villegas, C.T., and A. Kanazawa. 1979. Relationship between diet composition and growth rate of the zoeal and mysis stages of Penaeus japonicus Bate. Fishery Res. J. Philip, 4: 32-40.
  • Volkman, J.K., M.R. Brown, G.A. Dunstan, S.W. Jeffrey. 1993. The Biochemical Composition of Marine Microalgae from the Class Eustigmatophhyceae. Journal of Phycology, 29: 69-78.
  • Zar, J.H. 1996. Biostatistical Analsis, 3nd ed. Prentice Hall. New Jersey, 662p.
Su Ürünleri Dergisi-Cover
  • ISSN: 1300-1590
  • Yayın Aralığı: Yılda 4 Sayı
  • Başlangıç: 1984
  • Yayıncı: Aynur Lök
Sayıdaki Diğer Makaleler

Datça-Bozburun yarımadası'nda (Ege Denizi) kullanılan uzatma ağlarının teknik özellikleri

Okan AKYOL, Tevfik CEYHAN

Batı Karadeniz Bölgesi'ndeki bazı göllerin Hirudinea (Annelida) faunası

Murat ÖZBEK, M. Hasan SARI

Yabancı tatlı su ıstakoz türlerinin Türkiye'ye stoklanmasının meydana getirebileceği muhtemel sonuçlar

Mişe Serpil YONAR, Mustafa Muzaffer HARLIOĞLU

Caulerpa racemosa (Forsskal) j. Agardh'nın (Chlorophyceae=Yeşil Algler) biyokimyasal içeriği

Coşkun FIRAT, Mehmet ÖZTÜRK, Ergün TAŞKIN, Oğuz KURT

Nannochloropsis oculato (Eustigmatophyceae)'nın besin olarak Melicertus kerathurus (Forksal, 1775) larvaları'nda kullanılması

Aynur LÖK, Gürel TÜRKMEN, Serpil SERDAR

Kovada Gölü'nün su ve sedimentindeki bazı ağır metallerin mevsimsel değişimi

İsmail KIR, Tekin Selda ÖZAN, Yusuf TUNCAY

Testosteronandekonatın tilapia (Oreochromis niloticus L., 1758)'nın gelişimi ile karaciğer ve böbrek dokularına etkisi

Durali DANABAŞ, Filiz ÇELİK, Tülay ALTUN

İzmir Körfezi'nde dağılım gösteren denizatı türlerinin (Hippocampus hippocampus (Linnaeus, 1758) ve Hippocampus guttulatus cuvier, 1829) biyometrik özelliklerinin araştırılması

Okan ÖZAYDIN, Sencer AKALIN, Şule GÜRKAN, Ertan TAŞKAVAK

Levrek'lerde (Dicentrarchus labrax L., 1758) sağaltım sonrası oksitetrasiklinin kas ve derideki rezidüsünün belirlenmesi

Fikri BALTA, Haşmet ÇAĞIRGAN

Derin Deniz karideslerinden Plesinika martia (Decapoda: Pandalidae)'nın Kuzey Doğu Akdeniz trol balıkçılığında değerlendirilmesi

Aydın DEMİRCİ