Cemre ÖRNEK ERGÜZELOĞLU, Bülent KARA, İlker KARACAN, Özkan ÖZDEMİR, Yeşim KESİM, Nerses BEBEK, Uğur ÖZBEK, Sibel Aylin UĞUR İŞERİ

GLUT-1 EKSİKLİĞİ SENDROMU İLE İLİŞKİLİ SLC2A1 GENİNDE YER ALAN DİZİ VE KOPYA SAYISI VARYASYONLARININ İNCELENMESİ

Amaç: GLUT1 eksikliği sendromu (GLUT-1ES) bebeklik çağında başlayan metabolic bir ensefalopati olarak tanımlanmıştır. Kolaylaştırılmış glikoz taşıyıcısı olan GLUT1’i kodlayan SLC2A1 genindeki de novo patojenik varyasyonlardan kaynaklanır. Gereç ve Yöntem: Bu çalışma kapsamında, GLUT1-ES klinik şüphesi olan 12 hastada SLC2A1 geninin tüm ekzonları Sanger dizileme metodu ile taranmıştır. De novo varyantların anne baba çocuk üçlüsü açısından uyumluluğu Tek Nükleotid Polimorfizmi (SNP) genotiplemesi ile yapılmıştır. Sanger analizinde herhangi bir değişikliği olmayan hastalarda, gerçek zamanlı kantitatif PZR (Polimeraz Zincir Reaksiyonu) analizi ile kopya sayısı değişimleri incelenmiştir. Bulgular: Sanger dizileme, biyoinformatik analiz, aile segregasyonu ve SNP genotipleme yaklaşımlarının ardarda uygulanması ile 2 hastada GLUT1-ES fenotipiyle ilişkili iki yeni ve de novo patojenik varyasyon tespit edilmiştir. Gerçek zamanlı qPZR sonuçları ise bir başka hastada SLC2A1 geninin bir kopya kaybıyla uyumlu bulunmuştur. Tespit edilen 3 varyasyonun da SLC2A1 geninin bir allelinin fonksiyonunu tamamen ortadan kaldırarak haployetersizlik mekanizması ile hastalığa yol açtığı öngörülmüştür. Tartışma: Bu çalışma ile pek çok farklı moleküler genetik teknik ve analizler kullanılarak GLUT1-ES hastalığında gen seviyesindeki olası tüm değişikliklerin belirlenmesi hedeflenmiş; klinik tanıya katkı sağlanmıştır.

Anahtar Kelimeler:

GLUT1 Eksikliği Sendromu, SLC2A1, de novo varyasyon, CNV analizi, SNP dizileme

SCREENING SLC2A1 GENE FOR SEQUENCE AND COPY NUMBER VARIATIONS ASSOCİATED WITH GLUT-1 DEFICIENCY SYNDROME

Objective: Glucose transporter-1 deficiency syndrome (GLUT1- DS) is defined as a metabolic encephalopathy that is associated with heterozygous and usually de novo pathogenic variations in the SLC2A1 (solute carrier family2 member1) gene. Materials and Methods: In this study, all coding exons and neighboring intronic regions of SLC2A1 were Sanger sequenced in 12 patients with clinically suspected GLUT1-DS. For de novo variations revealed after sequencing and segregation analysis, we also performed genome wide Single Nucleotide Polymorphism (SNP) genotyping to confirm parental relatedness with the proband. In patients without any sequence variations, real-time quantitative real-time polymerase chain reaction (qPCR) was applied to determine the presence of any copy number variations (CNV). Results: Sanger sequencing followed by bioinformatics analysis, segregation in the family and SNP array genotyping revealed two novel and de novo pathogenic variations associated with the GLUT1-DS phenotype in 2 patients. qPCR results were compatible with one copy loss of SLC2A1 gene in another patient. All variations identified herein are likely to have caused null alleles and resulted in GLUT1-DS through haplo insufficiency. Disscussion: In this study we used a series of molecular genetic approaches in order to identify all possible variations in SLC2A1 that may be associated with GLUT1-DS. This collective effort facilitated diagnosis in 3 patients.

Keywords:

Glucose transporter-1 deficiency syndrome (GLUT1DS), SLC2A1, de novo variations,

PDF

___

1. Feuk L, Carson AR, Schere SW. Structural variation in the human genome. Nat Rev Genet 2006;7(2):85-97.
2. Klepper J, Scheffer H, Elsaid MF, Kamsteeg EJ, Leferink M, Ben-Omran T. Autosomal Recessive Inheritance of GLUT1 Deficiency. Neuropediatrics 2009;40(5):207-10.
3. Cappuccio G, Pinelli M, Alagia M, Donti T, Day-Salvatore DL, Veggiotii P, De Giorgis V, et.al. Biochemical phenotyping unravels novel metabolic abnormalities and potential biomarkers associated with treatment of GLUT1 deficiency with ketogenic diet. PLoS ONE 2017;12(9):e0184022.
4. Verrotti A, D’Egidio C, Agostinelli S, Gobbi G. Glut deficiency: when to suspect and how to diagnose? Eur J Paediatr Neurol 2012;16(1):3-9.
5. Korbie DJ, Mattick JS. Touchdown PCR for increased specificity and sensitivity in PCR amplification. Nat Protoc 2008;3(9):1452-6.
6. Bustina S., Huggett J. qPCR primer design revisited. Biomol Detect Quantif 2017;(14):19-28.
7. Sun K, Yuen YP, Wang H, Sun H. Online Diagnosis System: A webserver for analysis of Sanger sequencing-based genetic testing data. Methods 2014;(69):230-6.
8. Richards S, Aziz N, Bale S, Bick D, Das S, Foster JG, et. al. Standards and guidelines for the interpretation of sequence variants: a joint consensus recommendation of the American College of Medical Genetics and Genomics and the Association for Molecular Pathology. Genet Med 2015;17(5):405-24.
9. Aylin Uğur S. Kopya Sayısı Değişikliklerinin SNP Array ile Tespiti. Turkiye Klinikleri J Pediatr Sci 2016;12(4):54-9.
10. Klepper J, Scheffer H, Leiendecker B, Gertsen E, Binder S, Leferink M, et. al. Seizure control and acceptance of the ketogenic diet in GLUT1 deficiency syndrome: a 2- to 5-year follow-up of 15 children enrolled prospectively. Neuropediatrics 2005;36:302-8.
11. Klepper J, Leiendecker B. GLUT1 deficiency syndrome-2007 update. Dev Med Child Neuro 2007;49:707-16.
12. Klepper J, De Vivo DC, Webb DW, Klinge L, Voit T. Reversible infantile hypoglycorrhachia: possible transient disturbance in glucose transport? Pediatr Neurol 2003;29(4):321-5.
13. Leen WG, Klepper J, Verbeek MM, Leferink M, Hofste T, van Engelen BG, et al. Glucose transporter-1 deficiency syndrome: the expanding clinical and genetic spectrum of a treatable disorder. Brain 2010;133(Pt 3):655-70.
14. Barrot VS, Panagiotakaki E, Bizec LC, El baba C, The ENRAhs for SME Consortium, Fontaine B, et. al. Absence of mutation in SLC2A1 Gene in a Cohort of Patients with Alternating Hemiplegia of Childhood (AHC). Neuropediatrics 2010;41:267-69.